Desinfektion und Entfernung oraler Biofilme von mikrostrukturiertem Titan mit kaltem atmosphärischem Plasma

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S. Rupf1, A. N. Idlibi1, N. Umanskaya1, M. Hannig1, F. Nothdurft2, A. Lehmann3, A. Schindler3, L. v. Müller4, W. Spitzer5

Einleitung: Biofilme auf enossalen Implantaten bzw. deren prothetischen Komponenten spielen eine entscheidende Rolle in der Genese der Periimplantitis. Die Biofilmentfernung von mikrostrukturierten Titanoberflächen (mTi) stellt eine Herausforderung für den Behandler dar. Kalte atmosphärische Plasmajets ermöglichen die kontaktfreie Biofilmdestruktion bei biologisch akzeptablen Temperaturen unter Schonung der Oberflächentextur. Die Zielstellung dieser Studie waren die Desinfektion und die Destruktion oraler Biofilme auf mTi mit kaltem atmosphärischem Plasma.

Material und Methode: Auf mTi-Prüfkörpern (sandgestrahlt/geätzt, N = 120) wurden bei zwei gesunden Probanden über 24 Stunden orale Biofilme etabliert. Die Biofilme wurden extraoral mittels mäanderförmiger computerkontrollierter Bewegung eines gepulsten mikrowellenangeregten (2,45 GHz) He-Plasmajets bestrahlt (2,5 s/mm², 2,0 l/min He, 3 W oder 5 W mittlere Mikrowellenleistung). Ein Teil der Proben wurde anschließend mit Luft-/Wasser-Spray gespült und einer zweiten Plasmabehandlung unterzogen. Unbehandelte Biofilmproben, mit Chlorhexidin behandelte Proben sowie Prüfkörper ohne Biofilme dienten als Kontrollen. Die Biofilmdesinfektion wurde mikrobiologisch (Rodac-Technik) und fluoreszenzmikroskopisch (Lebend-/Tot-Färbung) untersucht. Biofilmmorphologie und Bedeckungsgrad der Titanoberflächen wurden rasterelektronen- und fluoreszenzmikroskopisch bewertet. Zusätzlich wurde die Menge des Gesamtproteins der Biofilme kolorimetrisch quantifiziert.

Ergebnisse: In Abhängigkeit von den Bearbeitungsparametern wurden Oberflächentemperaturen von 39 bis 43°C gemessen. Alleinige Plasmabehandlung führte zur Desinfektion sowie zur Reduktion der Biofilme. Durch Plasmabestrahlung wurden die Biofilme im vergleichbaren Ausmaß wie durch Chlorhexidinbehandlung desinfiziert. Nach zusätzlicher Anwendung des Luft-/Wasser-Sprays und einer weiteren Plasmabehandlung waren keine Biofilmreste mehr nachweisbar. Die mikrostrukturierte Oberfläche wurde nicht alteriert.

Schlussfolgerungen: In der vorliegenden Untersuchung konnte die Eignung der kalten Plasmatechnologie für die Biofilmdesinfektion und -entfernung auf mTi nachgewiesen werden. Aufgrund der biologisch akzeptablen physikalischen Eigenschaften dieser Behandlungsstrategie ergeben sich für die Implantologie neue klinisch relevante Optionen.

Schlüsselwörter: kaltes atmosphärisches Plasma; Biofilmentfernung; experimentelle Studie; oraler Biofilm; mikrostrukturierte Titanoberfläche; REM; Fluoreszenzmikroskopie; Kultivierung

Einleitung

Mikrobielle Biofilme sind der wichtigste Pathogenitätsfaktor für die Auslösung inflammatorischer Prozesse an zahnmedizinischen enossalen Implantaten [14]. Die klinisch etablierte Perimukositis kann durch Übergreifen der Entzündung auf den Kieferknochen in eine Periimplantitis übergehen, die wiederum die häufigste Ursache für den Implantatverlust darstellt. Die Periimplantitis wird mit einer Inzidenz von 12–43 % im Schrifttum angegeben [27]. Die exzellente Bioverträglichkeit moderner Implantatmaterialien, wie Titan oder Zirkoniumoxid, fördert die Anlagerung von körpereigenen Zellen, jedoch ebenso die Adsorption von biomolekularen Pellikeln und von Mikroorganismen [2]. Biofilme behindern die Kolonisation von Implantatoberflächen mit Osteoblasten und anderen körpereigenen Zellen und können sowohl die Osseointegration als auch die Re-Osseointegration nach Exposition von Implantatoberflächen gegenüber dem Mundhöhlenmilieu stören [21, 22]. Methoden der Dekontamination von Implantatoberflächen sind aus diesen Gründen Gegenstand intensiver Forschung. Zurzeit verwendete Techniken der Oberflächendekontamination enossaler Implantate sind mechanisches Scaling, Glättung und Politur unter Verwendung von Teflon-, Kunststoff- oder Metallküretten bzw. rotierenden Instrumenten. Ebenso befinden sich ultraschallaktivierte Küretten in Kombination mit antimikrobiellen Spülungen, Pulverstrahlbehandlung und Laserdekontamination in Anwendung [1, 4, 5, 17, 21–23]. Da moderne Implantatoberflächen jedoch häufig eine mikrostrukturierte Oberfläche aufweisen [25], bleibt die Biofilmentfernung nach wie vor eine technische Herausforderung. Mechanische Bearbeitung führt zur Zerstörung der Oberflächentextur bei häufig unvollständiger Biofilmentfernung, Laserdekontamination kann das umgebende Gewebe durch Hitzeeinwirkung schädigen, chemisch desinfizierende Methoden hinterlassen morphologisch vollständige Biofilme. Methoden, die unter Erhalt der Oberflächentextur der enossalen Implantate eine vollständige Entfernung der Biofilme ermöglichen, sind bisher erst ansatzweise für die klinische Anwendung verfügbar [20].

Eine alternative Desinfektionsmethode für Biofilme ist die Anwendung physikalischer Plasmen. Plasmen stellen in der Physik neben fest, flüssig und gasförmig den vierten Aggregatzustand dar. Physikalische Plasmen sind ionisierte Gase, die vollständig oder zu einem großen Teil aus freien Ladungsträgern bestehen. Dazu gehören Elektronen, Ionen, freie Radikale und geladene Moleküle. In jüngster Zeit ist es gelungen, Plasmaquellen zu miniaturisieren und mit sehr geringer Leistung unter Umgebungsbedingungen stabil zu betreiben [10, 18]. Zusätzlich kann die Anregungsenergie gepulst zugeführt werden. Der Plasmastrahl (Plasmajet) wird jeweils für einige Mikrosekunden gezündet und während der Zwischenphasen durch den Gasstrom gekühlt. So ist es möglich, Plasmen zu erzeugen, die biologisch akzeptable Temperaturen von bis unter 40°C aufweisen. Trägergase für das Plasma sind die Edelgase Helium oder Argon. Durch Beimischung chemisch aktiver Gase wie Sauerstoff oder Stickstoff werden reaktive Sauerstoffspezies erzeugt (NO-, O- und OH-Radikale), die in der Lage sind, mit Oberflächen zu reagieren. So können milde Ätzvorgänge und Reinigungsprozesse durchgeführt werden. Zusätzlich bieten Plasmen den Vorteil, dass sie in Hohlräume und Spaltformationen eindringen und diese ebenfalls reinigen oder desinfizieren. In vorangegangen Untersuchungen konnte nachgewiesen werden, dass mit kalten Plasmen bei biologisch akzeptablen Temperaturen die Reduktion adhärenter Mikroorganismen um mehrere Größenordnungen möglich ist. Ebenso wurde nachgewiesen, dass Biofilme wirksam desinfiziert werden [6–10, 18, 19, 24].

Die Zielstellungen der vorgestellten Studie waren die Desinfektion und die Destruktion von Biofilmen, die durch 24-stündige intraorale Exposition auf mikrostrukturierten Titanoberflächen gebildet wurden. Die Biofilmdesinfektion wurde im Vergleich zur Verwendung von Chlorhexidin geprüft. Die Destruktion der Biofilme wurde durch die Anwendung von Luft-/Wasser-Spray unterstützt.

Material und Methode

In-situ-Biofilmbildung

Auf 120 mikrostrukturierten Titanscheiben (sandgestrahlt und geätzt, Titanium Grad 2, Friadent, Mannheim, Deutschland, Durchmesser 5 mm, Höhe 1 mm, mittlere Rauheit (Ra): 1,96 µm, mittlerer Maximalwert der Profiltiefe (Rt): 21,35 µm) wurden durch intraorale Exposition über 24 Stunden Biofilme etabliert. Die Titanscheiben wurden mit Silikonabformmaterial (President light body, Coltène, Schweiz) auf individuell hergestellten Kunststoffschienen im Oberkieferprämolaren- und -molarenbereich in bukkaler Positionierung befestigt. Es wurden zwei männliche gesunde Probanden involviert (Alter: 31 und 43 Jahre), die mit der Durchführung derartiger Experimente vertraut waren. Um eine maximale Biofilmbildung zu erreichen, wurden die Prüfkörpertrageschienen nur während der Mahlzeiten aus der Mundhöhle entfernt und in PBS gelagert. Die Mundhygiene wurde ohne Zahnpasta und Mundspülung vorgenommen, die Prüfkörper wurden nicht geputzt. Biofilminhibierende Nahrungsmittel wie Tee und Wein wurden gemieden. Nach Ablauf der Expositionszeit wurden die Prüfkörper für zehn Sekunden in steriler Natriumchloridlösung (0,9 %) gespült. Das Versuchsprotokoll wurde von der Ethikkommission der Ärztekammer des Saarlandes genehmigt (Votum Nr. 39/09).

Plasmabestrahlung

Insgesamt wurden 72 Biofilm-bedeckte und 24 Prüfkörper ohne Biofilm bestrahlt. Für die Untersuchungen stand eine neuentwickelte miniaturisierte Plasmaquelle des Leibniz Instituts für Oberflächenmodifizierung (Abb. 1; Leipzig, Deutschland) zur Verfügung. Die Plasmaquelle wurde mittels Mikrowelle (2,45 GHz) betrieben und erlaubt neben der Regelung des Gasflusses die Justierung von Pulsenergie, Pulsweite und mittlerer Mikrowellenenergie. Die Plasmaquelle wurde auf einem computergesteuerten 3-Achs-Bewegungssystem montiert (Steinmeyer MC-G047, Feinmess Dresden GmbH, Deutschland), um den reproduzierbaren Energieeintrag auf die Biofilmproben zu ermöglichen. Der Abstand zwischen Plasmaquelle und Oberfläche betrug 2 mm. Alle Versuche wurden unter Umgebungsbedingungen durchgeführt. Der Gasfluss betrug 2,0 l/min Helium, gesteuert durch Massenflussregler (Bronkhorst, Ruurlo, Niederlande). Die Pulsbreite betrug 5 µs bei einer Pulsleistung von 250 W (Tektronix TPS2024 Oscilloscop, Beaverton, OR, USA). Die mittlere Leistung wurde mithilfe der Pulsfrequenz auf 3 W oder 5 W justiert. Der resultierende Plasmajet hatte eine Länge von 5 mm und eine Halbwertsbreite von 1,5 mm und wies ein gaußförmiges Profil auf. Die Plasmabestrahlung der Biofilme wurde mittels mäanderförmigen Linienscans mit einer Scangeschwindigkeit von 1 mm/s und einem Linienvorschub von 0,1 mm durchgeführt. Die Oberflächentemperatur des Plasmajet am Strahlauftreffpunkt wurde mittels Infrarotthermografie (Optris PI, Optris GmbH, Berlin, Deutschland) gemessen.

Chlorhexidinbehandlung

24 biofilmbedeckte Prüfkörper wurden nach intraoraler Exposition für eine Minute in 0,2%iger Chlorhexidinlösung bei Raumtemperatur inkubiert. Nach der Inkubation wurden die Prüfkörper für 30 Sekunden in 0,9%iger NaCl-Lösung gespült.

Bearbeitungssequenzen und Kontrollproben

Die insgesamt 120 Biofilm-bedeckten Prüfkörper wurden in Subgruppen zu jeweils zwölf Proben der Plasmabestrahlung oder einer Chlorhexidinbehandlung ex vivo unterzogen bzw. als Kontrollen unbehandelt belassen (Tab. 1). Für die Plasmabestrahlung wurden zwei Leistungsstufen, mittlere Mikrowellenleistung 3 W oder 5 W verwendet (Tab. 1, Bearbeitungssequenzen I). Ein Teil der Biofilme wurde nach Plasmabestrahlung oder Chlorhexidinbehandlung mit Luft-/Wasser-Spray gespült (2 bar, 5 s, 10 mm Abstand, Tab. 1, Bearbeitungssequenzen II), und weitere Prüfkörper wurden nach Plasmabestrahlung und Spülung einer zweiten Plasmabestrahlung unterzogen (Tab. 1, Bearbeitungssequenzen III). Die zwölf Proben einer jeden Subgruppe wurden in Triplikaten den vier verwendeten Auswertungsmethoden Mikrobiologie, Fluoreszenzmikroskopie, Rasterelektronenmikroskopie und Proteinquantifizierung randomisiert zugeordnet.

Mikrobiologie

Die Biofilmvitalität wurde durch Kontakt der Titanprüfkörper mit Agar-Kulturmedium (brain heart infusion, BHI, Sigma-Aldrich, Taufkirchen, Deutschland) geprüft. Die Biofilme wurden zwei Mal für jeweils fünf Sekunden mit Rodac Agarplatten
(d: 50 mm, Merck, Darmstadt, Deutschland, Rodac: replicate organism detection and counting imprint technique) in Kontakt gebracht. Die Platten wurden bei 37°C, 5 % CO2 , inkubiert. Nach 24 Stunden und nach 48 Stunden wurden die Rodac-Platten bewertet. Es wurden drei Scores unterschieden: kein mikrobielles Wachstum –, Kontaktfläche bewachsen +, vereinzelte mikrobielle Kolonien (+). Titanprüfkörper ohne Biofilm wurden als Kontrollen mitgeführt.

Fluoreszenzmikroskopie

Die Biofilmbedeckung der Titanprüfkörper und die Biofilmvitalität wurden mittels Fluoreszenzmikroskopie bewertet. Die Biofilme wurden mit einem rot/grün Vitalfarbstoffsystem gefärbt (BacLight Bacterial Viability Kit L7012, Molecular Probes, Carlsbad, USA). Die Farbstofflösung wurde durch Verdünnung von 1 µl SYTO 9 (grün, lebende Mikroorganismen) und 1 µl Propidiumiodid (rot, tote Mikroorganismen) in 1 ml 0,9%iges NaCl hergestellt. Die Prüfkörper wurden in 48-well Mikrotiterplatten platziert und mit 100 µl der Färbelösung für 15 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert. Für die Auswertung der angefärbten Biofilme kam ein Leitz DMR Fluoreszenzmikroskop (Leica, Wetzlar, Germany), ausgerüstet mit einer Digitalkamera (AxioCam MRm Rev. 3, Carl Zeiss Microlmaging, Göttingen, Deutschland), und das Softwarepaket AxioVision 4.8. (Carl Zeiss Microlmaging, Göttingen, Deutschland) zum Einsatz. Für die Messung der Oberflächenbedeckung der Titanprüfkörper mit Biofilm wurden 10–40-fache Objektivvergrößerungsstufen genutzt. Das Verhältnis der roten und grünen Fluoreszenz wurde bei 100-facher Objektivvergrößerung (Ölimmersion) bestimmt. Es wurden je Prüfkörper zehn randomisiert ausgewählte Bildausschnitte (420 µm x 320 µm) bewertet.

Rasterelektronenmikroskopie (REM)

Die Biofilme wurden in 2,0%igem Glutaraldehyd (Roth, Karlsruhe, Deutschland) in PBS (PAA Laboratories GmbH, Pasching, Österreich) für zwei Stunden fixiert, 5 x 10 Minuten in PBS gewaschen und in einer aufsteigenden Ethanolreihe und 1,1,1,3,3,3-hexamethyl-disilazane (HMDS, Acros Organics,
Geel, Belgien) dehydriert. Die Proben wurden auf REM-Probenteller befestigt (Plano, Wetzlar, Deutschland) und mit Platin besputtert. Die REM-Untersuchung wurde in einem FEI XL30 ESEM FEG (FEI Company, Eindhoven, Niederlande) durchgeführt. Für Übersichtsaufnahmen wurden 100-fache, für die morphologische Analyse der Biofilme 10000-fache Vergrößerungen gewählt.

Proteinquantifizierung

Die Biofilme auf den Titanprüfkörpern wurden in 50 µl RIPA Puffer (150 mM NaCl, 1,0 % Octylphenyl-polyethylene glycol, 0,5 % sodium deoxycholate, 0,1 % SDS, 50 mM Tris, pH 8,0, Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany) und 100 µl dd H2 O für zehn Minuten bei 4°C unter Ultraschalleinwirkung aufgeschlossen. Danach wurden 150 µl der Micro BCA (Micro BCA Assay, Pierce Biotechnology, Rockford, IL, USA) Arbeitslösung hinzugefügt und der Reaktionsansatz bei 55°C für 30 Minuten inkubiert. Die Absorption der Lösung wurde bei 562 nm in einem Mikroplattenleser (Tecan Infinite 200, Magellan V6.6, Tecan, Grödig, Österreich) bestimmt.

Ergebnisse

Temperaturbestimmung

Während der Plasmabestrahlung erhöhte sich die Temperatur der Titanoberflächen unmittelbar und erreichte ihr Maximum im Zentrum des Plasmajets innerhalb von fünf Sekunden. Nach Beendigung der Plasmabestrahlung sank die Temperatur umgehend. Die Leistungsstufe 3 W erreichte Temperaturen von 39°C, bei 5 W Mikrowellenleistung wurden 43°C am Strahlauftreffpunkt gemessen. Im Abstand von 2 mm um das Zentrum des Plasmajets überschritt die gemessene Temperatur nicht 40°C.

Plasmabestrahlung von Biofilmen auf
Titanprüfkörpern

Nach Bestrahlung der Biofilme konnte auf den Rodac-Platten kein mikrobielles Wachstum festgestellt werden (Tab. 1, Bearbeitungssequenzen I–III, Abb. 2a–c).

Die fluoreszenzmikroskopische Analyse der plasmabestrahlten Biofilme zeigte eine deutliche Reduktion des Anteils grüner Fluoreszenz (lebende Mikroorganismen) und eine Zunahme roter Fluoreszenz (tote Mikroorganismen, Abb. 3a–c). Die Biofilmbedeckung der Titanoberfläche wurde durch die Plasmabestrahlung reduziert. Die REM-Aufnahmen zeigten eine deutliche Alteration der Biofilmstruktur (Tab. 1, Behandlungssequenzen I, Abb. 4a–d). Höhere Plasmaleistung resultierte in stärkerer Reduktion des Biofilms. Jedoch war die vollständige Entfernung der Biofilme mit alleiniger Plasmabestrahlung nicht möglich.

Die zusätzliche Anwendung von Luft-/Wasser-Spray verursachte eine weitere deutliche Reduktion der Biofilmbedeckung der Titanprüfkörper. Fluoreszenzmikroskopische Aufnahmen zeigten quantitativ stark reduzierte rote Färbung (Abb. 3e) und auf den REM-Aufnahmen waren lediglich geringe Anteile der Oberfläche maskiert (Abb. 4e). Die Proteinmengen der Biofilme reduzierten sich ebenfalls (Tab. 1, Abb. 2, Bearbeitungssequenzen II).

Nach einer weiteren Plasmabestrahlung der Titanoberflächen waren keine Biofilmreste mehr nachweisbar (Abb. 3f). Die mikrostrukturierte Oberfläche war in den REM-Aufnahmen vollständig zu erkennen (Abb. 4f) und wies keine morphologischen Unterschiede im Vergleich zu den nicht mit Biofilm bedeckten Kontrollproben auf.

Unbestrahlte und mit Chlorhexidin behandelte
Biofilmproben sowie Plasmabestrahlung von
Titanprüfkörpern ohne Biofilm

Alle unbehandelten Biofilmproben zeigten deutliches mikrobielles Wachstum auf den Rodac-Platten (Abb. 2a). Fluoreszenz- und REM-Aufnahmen zeigten die nahezu vollständige Bedeckung der Titanoberflächen mit Biofilm (Abb. 3a, 4a). In der vitalfluoreszenzmikroskopischen Auswertung dominierte grüne Fluoreszenz. Bearbeitung der Biofilmproben mit Luft-/Wasser-Spray resultierte in einer Reduktion der Biofilmbedeckung und der grünen Fluoreszenz (Tab. 1). Alle mit Luft-/Wasser-Spray behandelten Biofilme zeigten jedoch mikrobielles Wachstum. Die Chlorhexidinbehandlung der Biofilme resultierte in einem Anstieg der roten Fluoreszenz, gleichwohl reduzierte sich die Biofilmbedeckung der Titanproben nicht und auf den Rodac-Platten waren einzelne mikrobielle Kolonien erkennbar (Abb. 2b). Auch bei den mit Chlorhexidin behandelten Biofilmen führte die Bearbeitung mit Luft-/Wasser-Spray zu einer Reduktion der Biofilmbedeckung, jedoch nicht zu deren vollständiger Beseitigung oder Desinfektion (Tab. 1).

Die Plasmabestrahlung von Titanprüfkörpern ohne Biofilm zeigte weder bei 3 W noch bei 5 W mittlerer Plasmaleistung im REM morphologisch detektierbare Alterationen.

Diskussion

In der vorgestellten Studie konnte nachgewiesen werden, dass die Bestrahlung oraler Biofilme mit kaltem atmosphärischem Plasma zu ihrer Desinfektion und Destruktion führt. Die mikrostrukturierte Oberfläche der verwendeten Titanprüfkörper wurde nicht alteriert und die gemessenen Temperaturen von weniger als 44°C [3] können als biologisch akzeptabel angesehen werden. Die Ergebnisse der einmaligen Bestrahlung erreichen bzw. übertreffen die Desinfektion von In-vitro-Biofilmen mit Chlorhexidin [10]. In der hier vorgestellten Untersuchung konnte die Effektivität physikalischer Plasmen im Vergleich mit Chlorhexidin auch erstmals an oralen In-situ-Biofilmen nachgewiesen werden.

Die verwendeten Titanprüfkörper hatten eine mittlere Rauheit von 1,96 µm und wiesen mittlere Profilhöhenunterschiede von 20 µm auf. Die in den REM- und fluoreszenzmikroskopischen Aufnahmen nachgewiesene nahezu vollständige Bedeckung der Prüfkörperoberflächen suggeriert einen etablierten Biofilm, der in die Mikrostruktur der Prüfkörperoberfläche eingewachsen ist. Diese Biofilme erwiesen sich auch gegenüber der mechanischen Alteration durch Luft-/Wasser-Spray als widerstandsfähig. Der in die Mikrostruktur eingewachsene Biofilm konnte so nicht entfernt werden.

Die Destruktion der Biofilme durch Plasmabestrahlung konnte durch REM- und fluoreszenzmikroskopische Ergebnisse visualisiert und durch Mikrobiologie und Proteinquantifizierung untermauert werden. Selbst eine einmalige Plasmabestrahlung resultierte in vollständiger Desinfektion der bearbeiteten Biofilme. Unsere Ergebnisse bestätigen hiermit vorliegende Daten zur Effektivität kalter Plasmabestrahlung für die Desinfektion sowohl von adhärenten Mikroorganismen als auch von Biofilmen [8–10, 18–20].

Allerdings war es mit alleiniger Plasmabestrahlung nicht möglich, Biofilme vollständig von den mikrostrukturierten Titanoberflächen zu entfernen, obwohl neben der Desinfektion eine deutliche Verminderung der Biofilmdicke und der Oberflächenbedeckung erreicht wurde. Erst die Kombination mit einem weiteren Verfahren, als sehr einfache Option wurde in dieser Studie Luft-/Wasser-Spray verwendet, konnte eine vollständige Biofilmbeseitigung erreichen. Die gewählte Behandlungssequenz mit einer zweiten Plasmabestrahlung erhöht die Wahrscheinlichkeit der vollständigen Biofilmentfernung. Zweifellos wäre es möglich, durch Erhöhung der Plasmaleistung auch stärkere Biofilme vollständig zu beseitigen. Da diese Steigerung der Wirksamkeit jedoch mit erhöhter Temperatur des physikalischen Plasmas einhergeht, ist diese Option für die Bestrahlung gewebenaher äußerer Oberflächen des Implantats nicht geeignet. Inwiefern jedoch Plasmen höherer Leistung für die Desinfektion innerer Implantatflächen verfügbar gemacht werden können, kann ein interessanter Gegenstand für weitere Untersuchungen sein. Beachtung finden müssen in jedem Falle verfügbare Daten zur thermischen Belastbarkeit des periimplantären Knochens, die einen Grenzwert von 44°C suggerieren [3]. Die Temperatur am Strahlauftreffpunkt kann wie dargestellt durch Leistungsbegrenzung unterhalb des kritischen Temperaturbereichs etabliert werden. Obwohl primär die Implantatoberfläche bearbeitet wird, müssen Untersuchungen zur potenziellen Schädigung periimplantärer Gewebe vor Einführung der Plasmabestrahlung in die zahnmedizinische Praxis durchgeführt werden. Schädigungen anderer Gewebe, die mit kaltem Plasma bei geeigneten Leistungsparametern bestrahlt wurden, konnten bisher nicht nachgewiesen werden. Von besonderem Interesse und Gegenstand zahlreicher Studien sind neben der Wärmewirkung die spezifische Radikalfreisetzung sowie die Vermeidung harter UV-Strahlung [11, 12, 15, 16].

Inzwischen wurden miniaturisierte Plasmaquellen entwickelt, die aus gerätetechnischer Sicht eine Anwendung in der Mundhöhle erlauben. Die für diese Untersuchung genutzte Quelle ist im Winkel von 90° zu den Zuleitungen angeordnet und weist Abmessungen von 1,5 cm in der Breite und 2,5 cm in der Höhe auf. Eine denkbare klinische Anwendung des hier vorgestellten sequentiellen Verfahrens der Biofilmentfernung kann die Unterstützung der chirurgischen Therapie der Periimplantitis darstellen. Nach Entfernung der prothetischen Suprakonstruktion und Freilegung der Implantatoberflächen kann die Entfernung sichtbarer Biofilme durch andere oberflächenschonende Verfahren vorgenommen werden. Die nun in der Mikrostruktur der Implantatoberfläche zurückbleibenden Biofilme wären dann mittels Plasmabestrahlung desintegrierbar und durch Luft-/Wasser-Spray, eventuell in Kombination mit einem wenig abrasiven Pulver für die subgingivale Anwendung [20], zu entfernen. Eine abschließende Plasmabestrahlung hinterließe dann eine biologisch aktivierte Oberfläche mit hoher Hydrophilität, die für eine Re-Osseointegration des Titanimplantats förderlich sein kann [13, 26]. Ob diese bereits in vorangegangenen Untersuchungen aufgezeigte Bioaktivität mit physikalischem Plasma behandelter Oberflächen für die zahnmedizinische Implantologie eine klinische Relevanz besitzt, muss jedoch ebenfalls noch in Studien herausgearbeitet werden.

Zusammenfassend kann ausgeführt werden, dass kalte physikalische Plasmen ein interessantes Potenzial für die Biofilmentfernung auf Implantatoberflächen besitzen und dies bei klinischer Verfügbarkeit eine Erweiterung des Methodenspektrums für die Therapie der Periimplantitis darstellen kann.

 

Danksagung: Die Untersuchung wurde gefördert durch die Universität des Saarlandes (Fonds T 6031500-09) und die „Freunde des Universitätsklinikums das Saarlandes e. V.“. Die Autoren danken Herrn Dr. Alexander Huwig (Friadent, Mannheim) für die Bereitstellung der Titanprüfkörper.

 

Interessenkonflikt: Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte im Sinne der ICMJE bestehen.

Korrespondenzadresse

PD Dr. Stefan Rupf

Universitätsklinikum des Saarlandes

Klinik für Zahnerhaltung, Parodontologie und
Präventive Zahnheilkunde, Gebäude 73

66421 Homburg

E-Mail: stefan.rupf@uks.eu

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Fussnoten

1 Klinik für Zahnerhaltung, Parodontologie und Präventive Zahnheilkunde, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg

2 Klinik für Zahnärztliche Prothetik und Werkstoffkunde, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg

3 Leibniz-Institut für Oberflächenmodifizierung (IOM), Leipzig

4 Institut für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg

5 Klinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Universitätsklinikum des Saarlandes, Homburg

DOI 10.3238/ZZI.2012.0126-0137


(Stand: 22.06.2012)

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